sabato 2 agosto 2014

Lotta alla Batteriosi detta Rogna dell'ulivo causata dal BATTERIO Pseudomonas syringae pv. savastanoi


Allo stato attuale la lotta alla rogna dell’olivo viene affidata principalmente a trattamenti con formulazioni del rame che riescono a contenere, almeno in parte, la dannosità della malattia e ad interventi agronomici preventivi che tendono a limitare la presenza del patogeno.
I trattamenti con formulati rameici sono particolarmente necessari quando sulla pianta si vengono a determinare ferite/fratture causate da gelate, grandinate, potatura, raccolta del prodotto, altre pratiche agronomiche, cicatrici fogliari, ecc., attraverso le quali il patogeno penetra nella pianta ospite. I trattamenti dovrebbero essere effettuati il più presto possibile dopo i suddetti eventi e questo, per ovvie ragioni, non sempre è possibile. Recenti indagini in California (USA) hanno indicato che le cicatrici fogliari sono infettabili anche sette giorni dopo la loro formazione e che un trattamento dopo la raccolta non è sufficiente per proteggere le piante da attacchi di rogna (Teviotdale e Krueger, 2004). In ogni caso i trattamenti con rameici, oltre a proteggere le possibili nicchie di infezione possono abbassare la densità delle popolazioni del patogeno sul filloplano e quindi sono necessari per il mantenimento in sanità delle piante madri da cui prelevare il materiale di propagazione vegetativa (talee, marze, gemme, ecc).
La potatura di risanamento tesa all’asportazione dei rami che presentano gravi sintomi di rogna e all’eliminazione dei tubercoli, possibilmente seguiti da trattamenti con formulazioni del rame, sono auspicabili per la riduzione delle sorgenti dell’inoculo primario e quindi per ridurre il rischio di infezione.
Altre pratiche agronomiche possono risultare utili per la gestione della malattia. In particolare, la raccolta dovrebbe essere evitata in periodi particolarmente piovosi ed essere eseguita con metodi che riducano le possibilità di causare ferite sulla pianta. Anche la potatura dovrebbe essere eseguita in periodi non molto piovosi ed in tale occasione gli strumenti di potatura dovrebbero essere periodicamente disinfettati.
Ovviamente nel caso di nuovi impianti devono essere utilizzate piante certificate e sane. P. savastanoi pv. savastanoi, il fungo Verticillium dahliae, e 8 virus trasmissibili meccanicamente, sono inclusi nella lista dei patogeni dell’olivo regolati dal DM del 14 aprile 1997 e conseguentemente il materiale di propagazione olivicolo messo in commercio dovrebbe esserne esente. Le attuali norme della certificazione del suddetto materiale prevedono che solo le piantine con sintomi della rogna non possono essere messe in commercio. La possibile posizione epifitica (Ercolani, 1971) e/o endofitica (Marchi et al., 2004, Penyalver et al., 2006) del patogeno in piante asintomatiche suggerisce che la certificazione sanitaria del materiale di propagazione vegetativa deve essere basata su metodi diagnostici molecolari rapidi, sensibili e specifici già disponibili (Penyalver et al., 2000; Bertolini et al., 2003a; Bertolini et al., 2003b). Il patogeno in tali posizioni può quindi essere facilmente diffuso sia nelle tradizionali aree olivicole che in quelle che solo recentemente hanno avviato tali produzioni (Braithwaite et al., 1999; Young J.M., comunicazioni personali).
Infine, tra i metodi di lotta alla malattia di potenziale interesse e che potrebbero essere utilizzati in futuro, possono essere indicati quelli basati sull'uso di microrganismi antagonisti di P. savastanoi pv. savastanoi presenti sul filloplano dell'olivo (Lavermicocca e Surico, 1987; Iacobellis et al., 2005a), o quelli basati sulla distribuzione di sostanze naturali dotate di attività antibatterica (Lavermicocca et al., 2003; Lo Cantore et al., 2004; Iacobellis et al., 2005b). Incoraggianti sembrano i risultati a tale riguardo ottenuti nell’ambito del progetto Olviva sull’uso di batteri isolati dal filloplano di olivo nella lotta alla rogna dell’olivo. Diversi isolati di Bacillus spp., Pseudomonas spp. e Burkholderia spp. sono risultati capaci di inibire significativamente la crescita in vitro di ceppi rappresentativi di P.savastanoi pv. savastanoi. In particolare, alcuni isolati di Bacillus spp. sono risultati capaci, in saggi di patogenicità, di rallentare e di ridurre in maniera significativa, e comunque in relazione al ceppo antagonista e alla densità dello stesso, la formazione dei tubercoli tipici della rogna dell’olivo.
In conclusione, la rogna dell’olivo, sebbene da non considerare una emergenza fitopatologica, è una malattia di cui, a parte alcuni aspetti molecolari della interazione ospitepatogeno ed alcuni tratti epidemiologici dell’agente causale P. savastanoi pv. savastanoi, poco si conosce. Infatti, è necessario che gli effetti della malattia sugli aspetti quantitativi delle produzioni e, in particolare, gli effetti sulla qualità delle olive e degli oli ottenuti da drupe rivenienti da piante malate siano chiariti e definiti.
Inoltre, l’attuale mancanza di specifici battericidi determina di fatto l’adozione di metodi preventivi di lotta per il contenimento delle batteriosi delle piante. In tale senso si rende necessario l’acquisizione di conoscenze sul possibile effetto dello stato nutrizionale della pianta sulla densità delle popolazioni del patogeno sul filloplano, sulla possibile variabilità delle popolazioni del patogeno nelle diverse aree olivicole e sul ruolo degli insetti nella diffusione del patogeno. Di estremo interesse è, inoltre, il fatto che il materiale di riproduzione e vivaistico sia esente dal patogeno. Comunque la possibile certificazione sanitaria di tali materiali non può limitarsi ad osservazioni sulla presenza dei sintomi e, al contrario, deve essere basata su metodi diagnostici rapidi, sensibili e specifici che possano mettere in evidenza la presenza del patogeno nella posizione epifitica ed possibilmente endofitica in piante asintomatiche.
Infine, la disponibilità di varietà di olivo resistenti alla rogna o comunque di fonti di resistenza alla stessa potrebbe risultare importante per il contenimento della malattia e il possibile miglioramento quantitativo e qualitativo delle produzioni olivicole. Di interesse è anche la necessità di comprendere le basi molecolari della tolleranza/resistenza delle cv di olivo all’azione del patogeno. La scelta della varietà da impiantare deve essere particolarmente attenta. In particolari condizioni agro-climatiche, per esempio caratterizzate da gelate primaverili, la selezione di varietà contemporaneamente tolleranti/resistenti alle basse temperature e alla rogna deve essere tenuta di conto. I dati di indagini di campo indicano chiaramente che in certe condizioni agro-climatiche e/o in seguito ad eventi meteorici di particolare intensità e in presenza di un elevato potenziale di inoculo anche varietà ritenute tolleranti/resistenti alla rogna, come è il caso della cv Coratina, possono presentare elevati indici della malattia.
Infine, non da trascurare è la possibilità di utilizzare nel prossimo futuro antagonisti di P. savastanoi pv. savastanoi residenti stabili del filloplano dell’olivo per il contenimento delle popolazioni del patogeno e la lotta alla malattia sia in campi commerciali che nelle produzioni vivaistiche.
Bibliografia
Ahangaran A., Khezri S., Habibi M.K, Alizadeh A., Mohammadi G.M., 2006. The first report of
detection of a phytoplasma in olive trees in a botanic collection in Iran. Communications in
Agricultural and Applied Biological Sciences, 7: 1133-1138.
Al Ahamad M.A. & Mosli M.N., 1993. Verticillium wilt in Syria. Bulletin OEPP/EPPO bulletin,
23: 521-535.
Alabdullah A., Elbeaino T., Minafra A., Digiaro M., Martelli G.P., 2009. Detection and variability
of olive latent virus 3 in the mediterranean region. Journal of Plant Pathology 91 (3), 521–525.
Ashworth L.J., Waters J. E., George A.G., McCutcheon O.D., 1972. Assessment of microsclerotia
of Verticillium albo-atrum in field soils. Phytopathology, 62: 715-719.
Balestra G.M. & Varvaro L., 1995. Influence of nitrogen fertilization on the colonization of olive
phylloplane by Pseudomonas syringae subsp. savastanoi. Developments in Plant Pathology, 9:
88-92.
27
Bejama A., Walali L., Janati L., Moukhli A., 1992. Field reaction of different variety of olive (Olea
europea L.) to olive knot disease caused by Pseudomonas syringae pv. savastanoi. Al-Awamia,
75 : 41-52.
Bejama A., 1994. Edute de la sensibilité variétale de l’olivier au Maroc vis-à-vis de Pseudomonas
syringae pv. savastanoi, agent de la tuberculose. Cashiers-Agricultures, 3 (6): 405-408.
Belcari A., Sacchetti P., Marchi, Surico G., 2003. La mosca delle olive e la simbiosi batterica.
Informatore fitopatologico, 9: 55-59.
Bertolini E., Olmos A., Martinez M.C., Gorris M.T., Cambra M., 2001. Single-step multiplex RTPCR
for simultaneous and colorimetric detection of six RNA viruses in olive trees. Journal of
Virological Methods, 96: 33–41.
Bertolini E., Peñalver R., García A., Olmos A., Quesada J.M., Cambra M., López, M.M., 2003a.
Highly sensitive detection of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in asymptomatic olive
plants by nested-PCR in a single closed tube. J. Microbiol. Methods, 52: 261-266.
Bertolini E., Olmos A., López M.M., Cambra M., 2003b. Multiplex Nested Reverse Transcription-
Polymerase Chain Reaction in a Single Tube for Sensitive and Simultaneous Detection of Four
RNA Viruses and Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in Olive Trees. Phytopathology, 93
(3): 286-292.
Bishop C.D. & Cooper R.M., 1983. An ultrastructural study of root invasion in three vascular wilt
diseases. Physiological and Molecular Plant Patholology, 22: 15–27.
Blanco-Lòpez M.A., Jiménez-Díaz R.M., Caballero J.M., 1984. Symptomatology incidence and
distribution of Verticillium wilt of olive tree in Andalucia. Phytopathologia Mediterranea 23:1-
Bottalico G., Rodio M.E., Saponari M., Savino V., Martelli G.P., 2002. Primi risultati sul
risanamento di ecotipi di olivo infetti da virus. IX Convegno Nazionale SIPaV, Roma, 1-2
ottobre 2002.
Bowers J.H., Nameth S.T., Riedel, R.M., Rowe R.C., 1996. Infection and colonization of potato
roots by Verticillium dahliae as affected by Pratylenchus penetrans and P. crenatus.
Phytopathology, 86: 614–621.
Braithwaite M., Alexander B.J.R., Young J.M., Ganev S., 1999. Olive knot disease in New Zealand.
Twelfth Australasian Plant Pathology Society Conference, Canberra, 1999: 157.
Butterfield E. J. & DeVay J.E., 1977. Reassessment of soil assays for Verticillium dahliae.
Phytopathology, 67:1073-1078.
Cardoso J.M.S., Felix M.R., Clara M.I.E., Oliveira S., 2005. The complete genome sequences of a
new necrovirus from Olea europa L. Archives of Virology, 150: 815–823.
Cardoso J.M.S, Felix M.R., Clara M.I.E., Oliveira S., 2009. Complete genome sequence of a
Tobacco necrosis virus D isolate from olive trees. Archives of Virology, 154: 1169–1172.
Chen P., Lee B., Robb J., 2004. Tolerance to a non-host isolate of Verticillium dahliae in tomato.
Physiological and Molecular Plant Patholology, 64: 283–291.
Ciccarone A., 1950. Alterazioni da freddo e da rogna sugli olivi, esemplificate dai danni osservati in
alcune zone pugliesi negli anni 1949-1950. Bollettino della stazione di Patologia vegetale
Roma, 6: 141-174.
Cirulli M. & Montemurro G.A., 1976. Comparison of pathogenic isolates of Verticillium dahliae
and sources of resistance in olive. Poljoprivredna Znanstvena Smotra, 39: 469-476.
Cirulli M., Laviola C., Roberti D., 1981. Avversità e difesa. In: “L’Olivo” collana “Frutticoltura
Anni 80”: 142-167. Ed. REDA.
Cirulli, M. 1981, Attuali cognizioni sulla verticilliosi dell’olivo, Informatore Fitopatologico,
31(1/2): 101-105.
Cirulli M., Bubici G., Frisullo S., 2009. Complete control of Verticillium wilt of olive is obtained
using resistant rootstocks. In 10th International Verticillium Symposium, 16-20 november,
2009, Corfù Island (Hellas). Book of Abstracts: 78.
Cirulli M., Colella C., Marsico A.D., 2008a. La verticilliosi dell’olivo e la valutazione della
resistenza di germoplasma olivicolo italiano, Atti del convegno nazionale sulla ricerca
scientifica per l’agricoltura biologica, June 23-24, 2008, Roma, Italy: 119-124.
Colella C., Miacola C., Amenduni M., D'Amico M., Bubici G., Cirulli M., 2008. Sources of
verticillium wilt resistance in wild olive germplasm from the Mediterranean region. Plant
Pathology, 57 (3): 533-539.
Conti M., 2001. Fitoplasmosi della vite: aspetti epidemiologici. Quaderni di Viticoltura ed Enologia
dell’Università di Torino, 25: 101-107.
Danielli A., Bertaccini A., Vibio M., Rapetti S., 1996. Identificazione di fitoplasmi associati allo
scopazzo dell’ulivo. Atti Convegno Annuale Società Italiana di Patologia Vegetale, Udine:
C28-C29.
Del Serrone P., Faggioli F., Arzone A., Tarquini A., Barba M., 1996. L'olivo, nuovo ospite naturale
di fitoplasmi. L'Informatore Agrario, 52(13): 71-72.
Ercolani G.L., 1971. Presenza epifitica di Pseudomonas savastanoi (E.F. Smith) Stevens sull’olivo
in Puglia. Phytopathologia mediterranea, 10: 130-132.
Ercolani G.L., 1983. Variability among isolates of Pseudomonas syringae pv. savastanoi from the
pylloplane of the olive. Journal of General Microbiology, 129: 901-916.
Faggioli F. & Barba M., 1995. An elongated virus isolated from olive Olea europaea L. Acta
Horticulturae 386: 593–599.
Faggioli F., Ferretti L., Pasquini G., Barba M., 2002. Detection of strawberry latent ringspot
nepovirus from leaves of olive trees in Italy using a one-step RT-PCR. Journal of
Phytopathology, 150: 636-639.
Faggioli F., Ferretti L., Albanese G., Sciarroni R., Pasquini G., Lumia V., Barba M., 2005.
Distribution of olive tree viruses in Italy as revealed by one-step-RT-PCR. Journal of Plant
Pathology, 87 (1): 45-51.
Font I., Abad P., Dally E.L., Davis R.E., Jordá C., 1998. Nueva enfermedad en el olivar español.
Phytoma España, 102: 211-212.
Fradin E. F. & Thomma B. P. H. J., 2006. Physiology and molecular aspects of Verticillium wilt
diseases caused by V. dahliae and V. albo-atrum. Molecular Plant Pathology, 7 (2): 71-86.
Goud J.C. & Termorshuizen A.J., 2003. Quality of methods to quantify microsclerotia of
Verticillium dahliae in soil. European Journal of Plant Pathology, 109 (6): 523-534.
Graniti A. & Laviola C., 1981. Sguardo generale alle malattie parassitarie dell’olivo. Informatore
Fitopatologico, 31: 77-92.
Grieco F., Alkowni R., Saponari M., Savino V., Martelli G.P., 2000. Molecular detection of olive
viruses. Bulletin OEPP ⁄ EPPO Bulletin 29: 127–133.
Harris D.C., J.R. Yang, M.S. Ridout, 1993. The detection and estimation of Verticillium dahliae in
naturally infested soil. Plant Pathology, 42: 238-250.
Hartmann H.T., Schnathorst W.C., Whilhelm S., 1971. Oblonga, a clonal olive rootstock resistant
to Verticillum wilt. California agriculture, 25: 12-15.
Hassani D., Buonaurio R., Tombesi A., 2003. Response of some olive cultivars, hybrid and open
pollinated seedlings to Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. In: Iacobellis et al. eds.,
Pseudomonas syringae and related pathogens, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The
Netherland: 489-494.
Huisman O.C., 1982. Interrelations of root growth dynamics to epidemiology of root-invading
fungi. Annual Review of Phytopathology, 20: 303–327.
Iacobellis N.S., 2001. Olive knot. In: Encyclopedia of Plant Pathology, Vol. 2, eds Maloy O.C. and
Murray T.D., John Wiley and sons, New York, USA: 713-715.
Iacobellis N.S., Lo Cantore P., Sileo M., Celano G., Xiloyannis C., 2005a. Preliminary results on
the effect of the agronomic practices on the epiphytic bacterial populations of olive. Journal of
Plant Pathology, 87: 295-296.
Iacobellis N.S., Lo Cantore P., Capasso F., Senatore F., 2005b. Antibacterial Activity of the
Cuminnum cyminum L. and Carum carvi L. Essential Oils. Journal of Agricultural and Food
Chemistry, 53 (1): 57-61.
Kabir Z., Bhat R.G., Subbarao K.V., 2004. Comparison of media for recovery of Verticillium
dahliae from soil. Plant Disease, 88: 49-55.
Khan A.J., Botti S., Paltrinieri S., Al-Subhi A.M., Bertaccini A., 2002. Phytoplasmas in alfalfa
seedlings: infected or contaminated seeds? In: 14th International Organization of
Mycoplasmology Conference, July 07–12, Vienna, Austria: 6.
Lavermicocca P. & Surico G., 1987. Presenza epifitica di Pseudomonas syringae pv. savastanoi ed
altri batteri sull’olivo e sull’oleandro. Phytopathologia mediterranea, 26: 136-141.
Lavermicocca P., Valerio F., Lonigro S.L, Lazzaroni S., Evidente A., Visconti A., 2003. Control of
olive knot disease with a bacteriocin. In: Iacobellis et al. eds., Pseudomonas syringae and
related pathogens, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, Boston, London: 451-457.
Lee I-M., Gundersen-Rindal D.E., Davis R.E., Bartoszyk I.M., 1998. Revised classification scheme
of phytoplasmas based on RFLP analysis of 16S rRNA and ribosomal protein gene sequences.
International Journal of Systematic Bacteriology, 48: 1153-1169.
Lee I.-M., Davis R.E., Gundersen D.E., 2000. Phytoplasma: phytopathogenic Mollicutes. Annual
Review of Microbiology, 54: 221-255.
Li K., Rouse D.I., Eyestone E.J., German. T. L., 1999. The generation of specific DNA primers
using random amplified polymorphic DNA and its application to Verticillium dahliae.
Mycological Research, 103 (11): 1361-1368.
Lievens B. & Thomma B.P.H.J., 2005. Recent developments in pathogen detection arrays:
Implications for fungal plant pathogens and use in practice. Phytopathology, 95: 1374-1380.
Lo Cantore P., Iacobellis N.S., De Marco A., Capasso F., Senatore F., 2004. Antibacterial Activity
of the Coriandrum sativum L. and Foeniculum vulgare Miller var. vulgare (Miller) Essential
Oils. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 52 (26): 7862-7866.
Loconsole G., Saponari M., Faggioli F., Albanese G., Bouyahia H., Elbeaino T., Materazzi A.,
Nuzzaci M., Prota V., Romanazzi G., Trisciuzzi N., Savino V., 2010. Inter-laboratory validation
of PCR-based protocol for detection of olive viruses. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin, 40 (3):
423–428.
Luthy P., Studer D., Yamvrias C.,1983a. The bacterial symbiont of the olive fruit fly (Dacus oleae).
Experientia, 39: 12,1436.
Luthy P., Studer D., Jaquet F., Yamvrias C., 1983b. Morfhology and in vitro cultivation of the
bacterial symbiont of Dacus oleae. Mitteilungen der Schweizerisschen Entomologischen
Gasellschaft, 56, 1-2: 67-72.
Mahuku G.S. & Platt H.W., 2002. Quantifying Verticillium dahliae in soils collected from potato
fields using a competitive PCR assay. American Journal of potato Research, 79: 107-117.
Mannini F. & Marzachì C., 2007. Termoterapia in acqua contro i fitoplasmi della vite. Informatore
Agrario, 63: 62-65.
Marcelo A., Fernandes M., Potes M.F., Serrano J.F., 1999. Reaction of some cultivars of Olea
europaea L. to experimental inoculation with Pseudomonas syringae pv. savastanoi. Acta
Horticulture, 474: 581-584.
Marchi G., Mori G., Surico G., 2004. Some notes on the hystology of knots produced by
Pseudomonas savastanoi in micropropagated olive plants. Atti XI Congresso Nazionale SIPaV,
Milano, 29 settembre - 1 ottobre 2004: 57.
Marcone C., 2002. Fitoplasmosi di piante forestali, arbustive ed ornamentali legnose in Europa.
Petria, 12 (3): 381-386.
Martelli G.P., Yilmaz M.A., Savino V., Baloglu S., Grieco F., Güldür M.A., Greco N., La Fortezza
R., 1996. Properties of a citrus isolate of olive latent virus 1, a seemingly new necrovirus.
European Journal of Plant Pathology 102: 527–536.
Martos-Moreno C., López-Escudero F.J., Blanco-López M.A., 2006. Resistance of olive cultivars to
the defoliating pathotype of Verticillium dahliae, Hortcolturae Science, 41(5): 1313-1316.
Materazzi A., Toni S., Panattoni A., Osti M., Triolo E., 1996. Some evidences on occurrence of a
new isodiametric virus in Olea europaea L. Atti Convegno Annuale della Societa` Italiana di
Patologia Vegetale, Udine (IT) 1996, University of Pisa (IT): 57–59.
McCoy R.E., Caudwell A., Chang C.J., Chen T.A., Chiykowski L.N., Cousin M.T., Dale J.L., De
Leeuw G.T.N., Golino D.A., Hackett K.J., Kirkpatrick B.C., Marwitz R., Petzold H., Sinha
R.C., Sugiura M., Whitcomb R.F., Yang I.L., Zhu B.M., Seemuller E., 1989. Plant diseases
associated with mycoplasma-like organisms. In: The mycoplasmas, Vol. 5. Academic Press Inc.
Mercado-Blanco J., Rodríguez-Jurado D., Pérez-Artés E.,. Jiménez-Díaz R.M., 2001. Detection of
the nondefoliating pathotype of Verticillium dahliae in infected olive plants by nested PCR.
Plant Pathology, 50 (5): 609-619.
Mercado-Blanco J., Collado-Romero M., Parrilla-Araujo S., Rodríguez-Jurado D., Jiménez-Díaz
R.M., 2003. Quantitative monitoring of colonization of olive genotypes by Verticillium dahliae
pathotypes with real-time polymerase chain reaction. Physiological and Molecular Plant
Pathology, 63, (2): 91-105.
Mesturino L., 1990. Possibili ospiti di Verticillium dahliae tra la vegetazione infestante di un
oliveto toscano. Rivista di Patologia Vegetale, 26: 59-67.
Mol L., 1995. Effect of plant roots on the germination of microsclerotia of Verticillium dahliae. II.
Quantitative analysis of the luring effect of crops. European Journal of Plant Pathology 101(6):
679–685.
Montano H.G., Davis R.E., Dally E.L., Hogenhout S.A., Pimentel J.P., Brioso P.T.S., 2001.
‘Candidatus Phytoplasma brasiliense’, a new phytoplasma taxon associated with hibiscus
witches’ broom disease. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology,
51: 1109-1118.
Mori N., Malagnini V., Bertaccini A., 2000. Individuazione di fitoplasmi in insetti nel Veneto.
Petria, 10: 145-146.
Murray R.G.E. & Schleifer K.H., 1994. Taxonomic notes: a proposal for recording the properties of
putative taxa of prokaryotes. International Journal of Systematic Bacteriology, 44: 174-176.
Nazar R. N., Hu X., Schmidt J., Culham D., Robb J., 1991. Potential use of PCR-amplified
ribosomal intergenic sequences in the detection and differentiation of verticillium wilt
pathogens. Physiological and Molecular Plant Pathology 39, (1): 1-11.
Nigro F., Schena L., Gallone P., 2002a. Real-time diagnosis of verticllium wilt of olive by
Scorpion-PCR. Atti Convegno Internazionale di Olivicoltura-VI Giornate Scientifiche SOI,
Spoleto (Pg), 23-25 Aprile: 454-461.
Nigro F., Romanazzi G., Gallone P., Ippolito A., 2002b. Distribution of verticillium wilt of olive in
Apulia and preliminary data on the occurrence of Verticillium dahliae in the soil. Atti Convegno
Internazionale di Olivicoltura-VI Giornate Scientifiche SOI, Spoleto (Pg), 23-25 Aprile 2002:
367-374.
Nigro F., Schena L., Gallone P., Romanazzi G., Ippolito A., 2001. Diagnosi nel terreno di
Verticillium dahliae, agente di tracheomicosi nell’olivo, con l’uso della PCR in tempo reale. In:
Savino V., Amenduni T., Bazzoni A., Boscia D., Pollastro S., Saponari M., eds. Proc.:
Convegno Nazionale “Norme fitosanitarie e commercializzazione delle produzioni vivaistiche”.
Locorotondo (BA), Italy, December, 4-7. Vol. II: 785-791.
Nigro F., Gallone P., Romanazzi G., Schena L., Ippolito A., Salerno M.G., 2005. Incidence of
Verticillium wilt on olive in Apulia and genetic diversity of Verticillium dahliae isolates from
infected trees. Journal of Plant Pathology, 87 (1): 13-23.
Pasquini G., Marzachì C., Poggi Pollini C., Faggioli F., Ragozzino A., Bissani R., Vischi A., Barba
M., Giunchedi L., Boccardo G., 2000. Molecular characterization of phytoplasmas affecting
olive trees (Olea europea L.) in Italy. Journal of Plant Pathology, 82: 213-219.
Pennisi A.M., Cacciola S.O., Magnano di San Lio G., G. Perrotta, 1993. Evaluation of the
susceptibility of olive cultivars to verticillium wilt. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 23: 537-541.
Penyalver R., García A., Ferrer A., Bertolini E., López M.M., 2000. Detection of Pseudomonas
savastanoi pv. savastanoi in olive plants by enrichment and PCR. Appl. Environ. Microbiol. 66:
2673-2677.
Penyalver R., García A., Ferrer A., Bertolini E., Quesada J.M., Salcedo C.I., Piquer J., Pérez-
Panadés J., Carbonell E.A., del Río C., Caballero J.M., López M.M., 2006. Factors affecting
Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi plant inoculations and their use for evaluation of olive
cultivar susceptibility. Phytopathology, 96: 313-319.
Petri L., 1915. Malattie prodotte da schizomiceti. In :Le malattie dell’olivo, Istituto micrografico
Italiano, Firenze: 68-70.
Poggi Pollini C., Bissani R., Giunchedi L., Vindimian E., 1995. First report of phytoplasma
infection in olive trees (Olea europea L.). Journal of Phytopathology, 144: 109-111.
Quesada J.M., Penyalver R., Pérez-Panadés J., Salcedo C.I., Carbonell E.A., López M.M., 2010.
Dissemination of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi populations and subsequent
appearance of olive knot disease. Plant Pathology, 59 (2): 262–269.
Rodríguez E., García Garrido J.M., García P.A., Campos M., 2008. Agricultural factors affecting
Verticillium wilt in olive orchards in Spain. European. Journal of Plant Pathology, 122 (2):
287-295.
Rodriguez-Jurado D., Blanco-Lopez M.A., Rapoport H.F., Jimenez-Diaz R.M., 1993. Present
status of verticillium wilt of olive in Andalucia (Southern Spain). Bulletin OEPP/EPPO
Bulletin, 23: 513-516.
Romanazzi G., Musetti R., Marzachì C., Casati P., 2009. Induction of resistance for the control of
phytoplasma diseases. Petria, 19 (3): 113-129.
Sabanadzovic S., Abou-Ghanem N., La Notte P., Savino V., Scarito G., Martelli .GP., 1999.
Partial molecular characterisation and RT-PCR detection of a putative closterovirus associated
with leaf yellowing. Journal of Plant Pathology, 81: 37–45.
Saponari M. & Savino V., (2003). Virus ed agenti virus-simili dell’olivo. Informatore
Fitopatologico, 12: 26-29.
Saponari M., Savino V., Martelli G.P., 2002. Trasmissione per seme di virus isolati da olivo.
Frutticoltura, 64 (4): 103-105.
Savino V. & Gallitelli D., 1981. Cherry leafroll virus in olive. Phytopathologia Mediterranea, 20:
202–204.
Savino V. & Gallitelli D., 1983. Isolation of cucumber mosaic virus from olive in Italy.
Phytopathologia Mediterranea, 22: 76–77.
Savino V., Barba M., Gallitelli D., 1979. Two nepoviruses isolated from olive in Italy.
Phytopathologia Mediterranea, 18: 135–142.
Savino V., Gallitelli D., Barba M., 1983. Olive latent ringspot virus, a newly recognized virus
infecting olive in Italy. Annals of Applied Biology, 103: 243–249.
Savino V., Piazzolla P., Di Franco A., Martelli G.P., 1984. Olive latent virus 2, a newly recognized
virus with differently shaped particles. Proceedings of the VI Congress of the Mediterranean
Phytopathological Union, Cairo (EG) 1984, 24–26, University of Florence.
Savino V., Sabanadzovic S., Scarito G., Laviola C., Martelli G.P., 1996. Two olive yellows of
possible viral origin in Sicily. Informatore Fitopatologico 46 (5): 55–59.
Schroth M.N., Hildebrand D.C., O’Reilly H.J., 1968. Off-flavour of olives from trees with olive
knot tumors. Phytopathology, 58: 524-525.
Schroth M.N., Osgood J.W., Miller T.D., 1973. Quantitative assessment of the olive disease on
olive yield and quality. Phytopathology, 63: 1064-1065.
Sears B.B. & Kirkpatrick B.C., 1994. Unveiling the evolutionary relationships of plant-pathogenic
mycoplasmalike organisms. ASM News, 60 (6): 307-312.
Sisto A., Lo Cantore P., Iacobellis N.S., 2001. Preliminary results on the response of olive cultivars
to artificial inoculation with Pseudomonas syringae subsp. savastanoi. In: Proceedings of 11th
Congress of the Mediterranea Phytopathological Union: 240-242.
Surico G. & Iacobellis N.S., 1992. Phytohormones and olive Knot disease. In: Verma D.P.S. ed.,
Molecular Signals in Plant- Microbe Communications, CRC Press, Boca Raton: 209-227.
Surico G. & Marchi G., 2003. Olive knot disease: new insights into the ecology, physiology and
epidemiology of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. In: Iacobellis et al. eds.,
Pseudomonas syringae and related pathogens, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The
Netherlands: 17-28.
Teviotdale B.L. & Krueger W.H., 2004. Effects of timing of copper sprays, defoliation, rainfall,
and inoculum concentration on incidence of olive knot disease. Plant Disease, 88: 131-135.
Thanassoulopoulos C.C., Biris D.A., Tjamos E.C., 1979. Survey of verticillium wilt of olive trees
in Greece. Plant Diseases Reporter, 63: 936-940.
Thanassoulopoulos C.C., Biris D.A., Tjamos E.C., 1981. Weed hosts as inoculum source of
Verticillium in olive orchards. Phytopathologia Mediterranea, 30: 164-168.
Tjamos E.C., 1993. Prospects and strategies in controlling verticillium wilt of olive trees. Bulletin
OEPP/EPPO Bulletin, 23: 505-512.
Tosi L., & Zazzerini A., 1998. An epidemiological study of verticillium wilt of olive in Central
Italy. Olivae, 71: 50-55.
Triolo E., Materazzi A., Toni S., 1996. An isolate of tobacco mosaic tobamovirus from Olea
europaea L. Advances in Horticultural Science, 10: 39–45.
Varanda C., Felix M.R.F., Leitao F., Sismeiro R., Clara M.I.E., 2006. Application of Reverse
Transcription–Polymerase Chain Reaction to screen a collection of clones of Olea europaea L.
for the presence of necroviruses (Tombusviridae). 8th Conference of the European Foundation
for Plant Pathology & British Society of Plant Pathology Presidential Meeting 2006,
Frederiksberg, Denmark (DK).
Varanda C., Silva M, Felix M.R.F., Clara M.I.E., 2011. Evidence of Olive mild mosaic virus
transmission by Olpidium brassicae. European J. of Plant Pathol., 130: 165-172.
Varvaro L. & Ferrulli M., 1983. Sopravvivenza di Pseudomonas syringae pv. savastanoi (Smith)
Young et al., sulle foglie di due varietà di Olivo (Olea europea L.). Phytopathologia
mediterranea, 22: 1-4.
Wei W., Lee I.-M., Davis R.E., Suo X. Zhao Y., 2008. Automated RFLP pattern comparison and
similarity coefficient calculation for rapid delineation of new and distinct phytoplasma 16Sr
subgroup lineages. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 58:
2368-2377.
Wilhelm S., 1981. Sources and genetics of host resistance in field and fruit crops. In: ME. Mace,
A.A. Belle, C.H. Beckman (eds.). Fungal wilt diseases. Academic Press, New York: 300-369.
Wilhelm S., 1955. Longevity of the Verticillium wilt fungus in the laboratory and in the field.
Phytopathology, 45: 180–181.
Wilson E.E., 1935. The olive knot disease: its inception, development and control. Hilgardia, 9 (4):
233-263.
Xiao C.L., Hao J.J., Subbarao K.V., 1997. Spatial patterns of microsclerotia of Verticillium dahliae
in soil and Verticillium wilt of cauliflower. Phytopathology, 87: 325–331.
Young J.M., Saddler G.S., Takikawa Y., De Boer S.H., Vauterin L., Gardan L., Gvozdyak R.I.,
Stead D. E., 1996. Names of plant pathogenic bacteria 1864-1995. ISPP Subcommittee on
Taxonomy of Phytopathogenic Bacteria. Review of Plant Pathology, 75: 721-763.


2 commenti:

  1. Buongiorno costosa amici!
    Ho trovato il sorriso è grazie al questo Signore. Muscolino GIOVANNI che ho ricevuto un prestito di 70.000€ nel mio conto il mercoledì a 11:32 min e due dei miei colleghi hanno anche ricevuto prestiti di questo signore senza alcuna difficoltà. Li consiglio più voi non fuorviate persone se volete effettivamente fare una domanda di prestito di denaro per il vostro progetto e qualsiasi altro. Pubblico questo messaggio perché signore Muscolino GIOVANNI mi ha fatto bene con questo prestito. È tramite un amico che ho incontrato quest'uomo onesto e generoso che mi ha permesso di ottenere questo prestito. Allora vi consiglio di contattarlo e li soddisfarà per tutti i servizi che gli chiederete. Ecco il suo indirizzo elettronico: muscolinogiovanni61@gmail.com

    e-mail: muscolinogiovanni61@gmail.com
    e-mail: muscolinogiovanni61@gmail.com

    RispondiElimina
  2. La lotta alla rogna dell'olivo è una cosa seria, le piante muoiono e la malattia si diffonde sempre di più.
    Dicono tutti un sacco di stronzate e nessuno si preoccupa di filtrarle per evitare che possano essere prese per vere notizie.
    Ho comprato un libro onlain al costo di €27, per poi scoprire che erano tutte buggie, addiritura parla di diserbante al rame per la lotta alla rogna, una vera truffa, pagare €27 per scaricare certe stronzate il titolo, noi siamo agricoltura, pubblicherò la foto del sito.
    Chiedo che venga emanato lo stato di grave pericolosità per detta malattia e che la comunità scientifica internazionale se ne faccia subito carico prima che diventi irreversibile, la provincia di Chieti è totalmente infettata dalla rogna e tutti dormono. Non è possibile che non ci sia ancora un prodotto per combattere detto batterio.

    RispondiElimina