Lotta alla Batteriosi detta Rogna dell'ulivo causata dal BATTERIO Pseudomonas syringae pv. savastanoi

Allo stato attuale la lotta alla rogna dell’olivo viene affidata principalmente a trattamenti con formulazioni del rame che riescono a contenere, almeno in parte, la dannosità della malattia e ad interventi agronomici preventivi che tendono a limitare la presenza del patogeno.

I trattamenti con formulati rameici sono particolarmente necessari quando sulla pianta si vengono a determinare ferite/fratture causate da gelate, grandinate, potatura, raccolta del prodotto, altre pratiche agronomiche, cicatrici fogliari, ecc., attraverso le quali il patogeno penetra nella pianta ospite. I trattamenti dovrebbero essere effettuati il più presto possibile dopo i suddetti eventi e questo, per ovvie ragioni, non sempre è possibile. Recenti indagini in California (USA) hanno indicato che le cicatrici fogliari sono infettabili anche sette giorni dopo la loro formazione e che un trattamento dopo la raccolta non è sufficiente per proteggere le piante da attacchi di rogna (Teviotdale e Krueger, 2004). In ogni caso i trattamenti con rameici, oltre a proteggere le possibili nicchie di infezione possono abbassare la densità delle popolazioni del patogeno sul filloplano e quindi sono necessari per il mantenimento in sanità delle piante madri da cui prelevare il materiale di propagazione vegetativa (talee, marze, gemme, ecc).

La potatura di risanamento tesa all’asportazione dei rami che presentano gravi sintomi di rogna e all’eliminazione dei tubercoli, possibilmente seguiti da trattamenti con formulazioni del rame, sono auspicabili per la riduzione delle sorgenti dell’inoculo primario e quindi per ridurre il rischio di infezione.

Altre pratiche agronomiche possono risultare utili per la gestione della malattia. In particolare, la raccolta dovrebbe essere evitata in periodi particolarmente piovosi ed essere eseguita con metodi che riducano le possibilità di causare ferite sulla pianta. Anche la potatura dovrebbe essere eseguita in periodi non molto piovosi ed in tale occasione gli strumenti di potatura dovrebbero essere periodicamente disinfettati.

Ovviamente nel caso di nuovi impianti devono essere utilizzate piante certificate e sane. P. savastanoi pv. savastanoi, il fungo Verticillium dahliae, e 8 virus trasmissibili meccanicamente, sono inclusi nella lista dei patogeni dell’olivo regolati dal DM del 14 aprile 1997 e conseguentemente il materiale di propagazione olivicolo messo in commercio dovrebbe esserne esente. Le attuali norme della certificazione del suddetto materiale prevedono che solo le piantine con sintomi della rogna non possono essere messe in commercio. La possibile posizione epifitica (Ercolani, 1971) e/o endofitica (Marchi et al., 2004, Penyalver et al., 2006) del patogeno in piante asintomatiche suggerisce che la certificazione sanitaria del materiale di propagazione vegetativa deve essere basata su metodi diagnostici molecolari rapidi, sensibili e specifici già disponibili (Penyalver et al., 2000; Bertolini et al., 2003a; Bertolini et al., 2003b). Il patogeno in tali posizioni può quindi essere facilmente diffuso sia nelle tradizionali aree olivicole che in quelle che solo recentemente hanno avviato tali produzioni (Braithwaite et al., 1999; Young J.M., comunicazioni personali).

Infine, tra i metodi di lotta alla malattia di potenziale interesse e che potrebbero essere utilizzati in futuro, possono essere indicati quelli basati sull'uso di microrganismi antagonisti di P. savastanoi pv. savastanoi presenti sul filloplano dell'olivo (Lavermicocca e Surico, 1987; Iacobellis et al., 2005a), o quelli basati sulla distribuzione di sostanze naturali dotate di attività antibatterica (Lavermicocca et al., 2003; Lo Cantore et al., 2004; Iacobellis et al., 2005b). Incoraggianti sembrano i risultati a tale riguardo ottenuti nell’ambito del progetto Olviva sull’uso di batteri isolati dal filloplano di olivo nella lotta alla rogna dell’olivo. Diversi isolati di Bacillus spp., Pseudomonas spp. e Burkholderia spp. sono risultati capaci di inibire significativamente la crescita in vitro di ceppi rappresentativi di P.savastanoi pv. savastanoi. In particolare, alcuni isolati di Bacillus spp. sono risultati capaci, in saggi di patogenicità, di rallentare e di ridurre in maniera significativa, e comunque in relazione al ceppo antagonista e alla densità dello stesso, la formazione dei tubercoli tipici della rogna dell’olivo.

In conclusione, la rogna dell’olivo, sebbene da non considerare una emergenza fitopatologica, è una malattia di cui, a parte alcuni aspetti molecolari della interazione ospitepatogeno ed alcuni tratti epidemiologici dell’agente causale P. savastanoi pv. savastanoi, poco si conosce. Infatti, è necessario che gli effetti della malattia sugli aspetti quantitativi delle produzioni e, in particolare, gli effetti sulla qualità delle olive e degli oli ottenuti da drupe rivenienti da piante malate siano chiariti e definiti.

Inoltre, l’attuale mancanza di specifici battericidi determina di fatto l’adozione di metodi preventivi di lotta per il contenimento delle batteriosi delle piante. In tale senso si rende necessario l’acquisizione di conoscenze sul possibile effetto dello stato nutrizionale della pianta sulla densità delle popolazioni del patogeno sul filloplano, sulla possibile variabilità delle popolazioni del patogeno nelle diverse aree olivicole e sul ruolo degli insetti nella diffusione del patogeno. Di estremo interesse è, inoltre, il fatto che il materiale di riproduzione e vivaistico sia esente dal patogeno. Comunque la possibile certificazione sanitaria di tali materiali non può limitarsi ad osservazioni sulla presenza dei sintomi e, al contrario, deve essere basata su metodi diagnostici rapidi, sensibili e specifici che possano mettere in evidenza la presenza del patogeno nella posizione epifitica ed possibilmente endofitica in piante asintomatiche.

Infine, la disponibilità di varietà di olivo resistenti alla rogna o comunque di fonti di resistenza alla stessa potrebbe risultare importante per il contenimento della malattia e il possibile miglioramento quantitativo e qualitativo delle produzioni olivicole. Di interesse è anche la necessità di comprendere le basi molecolari della tolleranza/resistenza delle cv di olivo all’azione del patogeno. La scelta della varietà da impiantare deve essere particolarmente attenta. In particolari condizioni agro-climatiche, per esempio caratterizzate da gelate primaverili, la selezione di varietà contemporaneamente tolleranti/resistenti alle basse temperature e alla rogna deve essere tenuta di conto. I dati di indagini di campo indicano chiaramente che in certe condizioni agro-climatiche e/o in seguito ad eventi meteorici di particolare intensità e in presenza di un elevato potenziale di inoculo anche varietà ritenute tolleranti/resistenti alla rogna, come è il caso della cv Coratina, possono presentare elevati indici della malattia.

Infine, non da trascurare è la possibilità di utilizzare nel prossimo futuro antagonisti di P. savastanoi pv. savastanoi residenti stabili del filloplano dell’olivo per il contenimento delle popolazioni del patogeno e la lotta alla malattia sia in campi commerciali che nelle produzioni vivaistiche.

Bibliografia

Ahangaran A., Khezri S., Habibi M.K, Alizadeh A., Mohammadi G.M., 2006. The first report of

detection of a phytoplasma in olive trees in a botanic collection in Iran. Communications in

Agricultural and Applied Biological Sciences, 7: 1133-1138.

Al Ahamad M.A. & Mosli M.N., 1993. Verticillium wilt in Syria. Bulletin OEPP/EPPO bulletin,

23: 521-535.

Alabdullah A., Elbeaino T., Minafra A., Digiaro M., Martelli G.P., 2009. Detection and variability

of olive latent virus 3 in the mediterranean region. Journal of Plant Pathology 91 (3), 521–525.

Ashworth L.J., Waters J. E., George A.G., McCutcheon O.D., 1972. Assessment of microsclerotia

of Verticillium albo-atrum in field soils. Phytopathology, 62: 715-719.

Balestra G.M. & Varvaro L., 1995. Influence of nitrogen fertilization on the colonization of olive

phylloplane by Pseudomonas syringae subsp. savastanoi. Developments in Plant Pathology, 9:

88-92.

27

Bejama A., Walali L., Janati L., Moukhli A., 1992. Field reaction of different variety of olive (Olea

europea L.) to olive knot disease caused by Pseudomonas syringae pv. savastanoi. Al-Awamia,

75 : 41-52.

Bejama A., 1994. Edute de la sensibilité variétale de l’olivier au Maroc vis-à-vis de Pseudomonas

syringae pv. savastanoi, agent de la tuberculose. Cashiers-Agricultures, 3 (6): 405-408.

Belcari A., Sacchetti P., Marchi, Surico G., 2003. La mosca delle olive e la simbiosi batterica.

Informatore fitopatologico, 9: 55-59.

Bertolini E., Olmos A., Martinez M.C., Gorris M.T., Cambra M., 2001. Single-step multiplex RTPCR

for simultaneous and colorimetric detection of six RNA viruses in olive trees. Journal of

Virological Methods, 96: 33–41.

Bertolini E., Peñalver R., García A., Olmos A., Quesada J.M., Cambra M., López, M.M., 2003a.

Highly sensitive detection of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in asymptomatic olive

plants by nested-PCR in a single closed tube. J. Microbiol. Methods, 52: 261-266.

Bertolini E., Olmos A., López M.M., Cambra M., 2003b. Multiplex Nested Reverse Transcription-

Polymerase Chain Reaction in a Single Tube for Sensitive and Simultaneous Detection of Four

RNA Viruses and Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in Olive Trees. Phytopathology, 93

(3): 286-292.

Bishop C.D. & Cooper R.M., 1983. An ultrastructural study of root invasion in three vascular wilt

diseases. Physiological and Molecular Plant Patholology, 22: 15–27.

Blanco-Lòpez M.A., Jiménez-Díaz R.M., Caballero J.M., 1984. Symptomatology incidence and

distribution of Verticillium wilt of olive tree in Andalucia. Phytopathologia Mediterranea 23:1-

Bottalico G., Rodio M.E., Saponari M., Savino V., Martelli G.P., 2002. Primi risultati sul

risanamento di ecotipi di olivo infetti da virus. IX Convegno Nazionale SIPaV, Roma, 1-2

ottobre 2002.

Bowers J.H., Nameth S.T., Riedel, R.M., Rowe R.C., 1996. Infection and colonization of potato

roots by Verticillium dahliae as affected by Pratylenchus penetrans and P. crenatus.

Phytopathology, 86: 614–621.

Braithwaite M., Alexander B.J.R., Young J.M., Ganev S., 1999. Olive knot disease in New Zealand.

Twelfth Australasian Plant Pathology Society Conference, Canberra, 1999: 157.

Butterfield E. J. & DeVay J.E., 1977. Reassessment of soil assays for Verticillium dahliae.

Phytopathology, 67:1073-1078.

Cardoso J.M.S., Felix M.R., Clara M.I.E., Oliveira S., 2005. The complete genome sequences of a

new necrovirus from Olea europa L. Archives of Virology, 150: 815–823.

Cardoso J.M.S, Felix M.R., Clara M.I.E., Oliveira S., 2009. Complete genome sequence of a

Tobacco necrosis virus D isolate from olive trees. Archives of Virology, 154: 1169–1172.

Chen P., Lee B., Robb J., 2004. Tolerance to a non-host isolate of Verticillium dahliae in tomato.

Physiological and Molecular Plant Patholology, 64: 283–291.

Ciccarone A., 1950. Alterazioni da freddo e da rogna sugli olivi, esemplificate dai danni osservati in

alcune zone pugliesi negli anni 1949-1950. Bollettino della stazione di Patologia vegetale

Roma, 6: 141-174.

Cirulli M. & Montemurro G.A., 1976. Comparison of pathogenic isolates of Verticillium dahliae

and sources of resistance in olive. Poljoprivredna Znanstvena Smotra, 39: 469-476.

Cirulli M., Laviola C., Roberti D., 1981. Avversità e difesa. In: “L’Olivo” collana “Frutticoltura

Anni 80”: 142-167. Ed. REDA.

Cirulli, M. 1981, Attuali cognizioni sulla verticilliosi dell’olivo, Informatore Fitopatologico,

31(1/2): 101-105.

Cirulli M., Bubici G., Frisullo S., 2009. Complete control of Verticillium wilt of olive is obtained

using resistant rootstocks. In 10th International Verticillium Symposium, 16-20 november,

2009, Corfù Island (Hellas). Book of Abstracts: 78.

Cirulli M., Colella C., Marsico A.D., 2008a. La verticilliosi dell’olivo e la valutazione della

resistenza di germoplasma olivicolo italiano, Atti del convegno nazionale sulla ricerca

scientifica per l’agricoltura biologica, June 23-24, 2008, Roma, Italy: 119-124.

Colella C., Miacola C., Amenduni M., D'Amico M., Bubici G., Cirulli M., 2008. Sources of

verticillium wilt resistance in wild olive germplasm from the Mediterranean region. Plant

Pathology, 57 (3): 533-539.

Conti M., 2001. Fitoplasmosi della vite: aspetti epidemiologici. Quaderni di Viticoltura ed Enologia

dell’Università di Torino, 25: 101-107.

Danielli A., Bertaccini A., Vibio M., Rapetti S., 1996. Identificazione di fitoplasmi associati allo

scopazzo dell’ulivo. Atti Convegno Annuale Società Italiana di Patologia Vegetale, Udine:

C28-C29.

Del Serrone P., Faggioli F., Arzone A., Tarquini A., Barba M., 1996. L'olivo, nuovo ospite naturale

di fitoplasmi. L'Informatore Agrario, 52(13): 71-72.

Ercolani G.L., 1971. Presenza epifitica di Pseudomonas savastanoi (E.F. Smith) Stevens sull’olivo

in Puglia. Phytopathologia mediterranea, 10: 130-132.

Ercolani G.L., 1983. Variability among isolates of Pseudomonas syringae pv. savastanoi from the

pylloplane of the olive. Journal of General Microbiology, 129: 901-916.

Faggioli F. & Barba M., 1995. An elongated virus isolated from olive Olea europaea L. Acta

Horticulturae 386: 593–599.

Faggioli F., Ferretti L., Pasquini G., Barba M., 2002. Detection of strawberry latent ringspot

nepovirus from leaves of olive trees in Italy using a one-step RT-PCR. Journal of

Phytopathology, 150: 636-639.

Faggioli F., Ferretti L., Albanese G., Sciarroni R., Pasquini G., Lumia V., Barba M., 2005.

Distribution of olive tree viruses in Italy as revealed by one-step-RT-PCR. Journal of Plant

Pathology, 87 (1): 45-51.

Font I., Abad P., Dally E.L., Davis R.E., Jordá C., 1998. Nueva enfermedad en el olivar español.

Phytoma España, 102: 211-212.

Fradin E. F. & Thomma B. P. H. J., 2006. Physiology and molecular aspects of Verticillium wilt

diseases caused by V. dahliae and V. albo-atrum. Molecular Plant Pathology, 7 (2): 71-86.

Goud J.C. & Termorshuizen A.J., 2003. Quality of methods to quantify microsclerotia of

Verticillium dahliae in soil. European Journal of Plant Pathology, 109 (6): 523-534.

Graniti A. & Laviola C., 1981. Sguardo generale alle malattie parassitarie dell’olivo. Informatore

Fitopatologico, 31: 77-92.

Grieco F., Alkowni R., Saponari M., Savino V., Martelli G.P., 2000. Molecular detection of olive

viruses. Bulletin OEPP ⁄ EPPO Bulletin 29: 127–133.

Harris D.C., J.R. Yang, M.S. Ridout, 1993. The detection and estimation of Verticillium dahliae in

naturally infested soil. Plant Pathology, 42: 238-250.

Hartmann H.T., Schnathorst W.C., Whilhelm S., 1971. Oblonga, a clonal olive rootstock resistant

to Verticillum wilt. California agriculture, 25: 12-15.

Hassani D., Buonaurio R., Tombesi A., 2003. Response of some olive cultivars, hybrid and open

pollinated seedlings to Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. In: Iacobellis et al. eds.,

Pseudomonas syringae and related pathogens, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The

Netherland: 489-494.

Huisman O.C., 1982. Interrelations of root growth dynamics to epidemiology of root-invading

fungi. Annual Review of Phytopathology, 20: 303–327.

Iacobellis N.S., 2001. Olive knot. In: Encyclopedia of Plant Pathology, Vol. 2, eds Maloy O.C. and

Murray T.D., John Wiley and sons, New York, USA: 713-715.

Iacobellis N.S., Lo Cantore P., Sileo M., Celano G., Xiloyannis C., 2005a. Preliminary results on

the effect of the agronomic practices on the epiphytic bacterial populations of olive. Journal of

Plant Pathology, 87: 295-296.

Iacobellis N.S., Lo Cantore P., Capasso F., Senatore F., 2005b. Antibacterial Activity of the

Cuminnum cyminum L. and Carum carvi L. Essential Oils. Journal of Agricultural and Food

Chemistry, 53 (1): 57-61.

Kabir Z., Bhat R.G., Subbarao K.V., 2004. Comparison of media for recovery of Verticillium

dahliae from soil. Plant Disease, 88: 49-55.

Khan A.J., Botti S., Paltrinieri S., Al-Subhi A.M., Bertaccini A., 2002. Phytoplasmas in alfalfa

seedlings: infected or contaminated seeds? In: 14th International Organization of

Mycoplasmology Conference, July 07–12, Vienna, Austria: 6.

Lavermicocca P. & Surico G., 1987. Presenza epifitica di Pseudomonas syringae pv. savastanoi ed

altri batteri sull’olivo e sull’oleandro. Phytopathologia mediterranea, 26: 136-141.

Lavermicocca P., Valerio F., Lonigro S.L, Lazzaroni S., Evidente A., Visconti A., 2003. Control of

olive knot disease with a bacteriocin. In: Iacobellis et al. eds., Pseudomonas syringae and

related pathogens, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, Boston, London: 451-457.

Lee I-M., Gundersen-Rindal D.E., Davis R.E., Bartoszyk I.M., 1998. Revised classification scheme

of phytoplasmas based on RFLP analysis of 16S rRNA and ribosomal protein gene sequences.

International Journal of Systematic Bacteriology, 48: 1153-1169.

Lee I.-M., Davis R.E., Gundersen D.E., 2000. Phytoplasma: phytopathogenic Mollicutes. Annual

Review of Microbiology, 54: 221-255.

Li K., Rouse D.I., Eyestone E.J., German. T. L., 1999. The generation of specific DNA primers

using random amplified polymorphic DNA and its application to Verticillium dahliae.

Mycological Research, 103 (11): 1361-1368.

Lievens B. & Thomma B.P.H.J., 2005. Recent developments in pathogen detection arrays:

Implications for fungal plant pathogens and use in practice. Phytopathology, 95: 1374-1380.

Lo Cantore P., Iacobellis N.S., De Marco A., Capasso F., Senatore F., 2004. Antibacterial Activity

of the Coriandrum sativum L. and Foeniculum vulgare Miller var. vulgare (Miller) Essential

Oils. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 52 (26): 7862-7866.

Loconsole G., Saponari M., Faggioli F., Albanese G., Bouyahia H., Elbeaino T., Materazzi A.,

Nuzzaci M., Prota V., Romanazzi G., Trisciuzzi N., Savino V., 2010. Inter-laboratory validation

of PCR-based protocol for detection of olive viruses. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin, 40 (3):

423–428.

Luthy P., Studer D., Yamvrias C.,1983a. The bacterial symbiont of the olive fruit fly (Dacus oleae).

Experientia, 39: 12,1436.

Luthy P., Studer D., Jaquet F., Yamvrias C., 1983b. Morfhology and in vitro cultivation of the

bacterial symbiont of Dacus oleae. Mitteilungen der Schweizerisschen Entomologischen

Gasellschaft, 56, 1-2: 67-72.

Mahuku G.S. & Platt H.W., 2002. Quantifying Verticillium dahliae in soils collected from potato

fields using a competitive PCR assay. American Journal of potato Research, 79: 107-117.

Mannini F. & Marzachì C., 2007. Termoterapia in acqua contro i fitoplasmi della vite. Informatore

Agrario, 63: 62-65.

Marcelo A., Fernandes M., Potes M.F., Serrano J.F., 1999. Reaction of some cultivars of Olea

europaea L. to experimental inoculation with Pseudomonas syringae pv. savastanoi. Acta

Horticulture, 474: 581-584.

Marchi G., Mori G., Surico G., 2004. Some notes on the hystology of knots produced by

Pseudomonas savastanoi in micropropagated olive plants. Atti XI Congresso Nazionale SIPaV,

Milano, 29 settembre - 1 ottobre 2004: 57.

Marcone C., 2002. Fitoplasmosi di piante forestali, arbustive ed ornamentali legnose in Europa.

Petria, 12 (3): 381-386.

Martelli G.P., Yilmaz M.A., Savino V., Baloglu S., Grieco F., Güldür M.A., Greco N., La Fortezza

R., 1996. Properties of a citrus isolate of olive latent virus 1, a seemingly new necrovirus.

European Journal of Plant Pathology 102: 527–536.

Martos-Moreno C., López-Escudero F.J., Blanco-López M.A., 2006. Resistance of olive cultivars to

the defoliating pathotype of Verticillium dahliae, Hortcolturae Science, 41(5): 1313-1316.

Materazzi A., Toni S., Panattoni A., Osti M., Triolo E., 1996. Some evidences on occurrence of a

new isodiametric virus in Olea europaea L. Atti Convegno Annuale della Societa` Italiana di

Patologia Vegetale, Udine (IT) 1996, University of Pisa (IT): 57–59.

McCoy R.E., Caudwell A., Chang C.J., Chen T.A., Chiykowski L.N., Cousin M.T., Dale J.L., De

Leeuw G.T.N., Golino D.A., Hackett K.J., Kirkpatrick B.C., Marwitz R., Petzold H., Sinha

R.C., Sugiura M., Whitcomb R.F., Yang I.L., Zhu B.M., Seemuller E., 1989. Plant diseases

associated with mycoplasma-like organisms. In: The mycoplasmas, Vol. 5. Academic Press Inc.

Mercado-Blanco J., Rodríguez-Jurado D., Pérez-Artés E.,. Jiménez-Díaz R.M., 2001. Detection of

the nondefoliating pathotype of Verticillium dahliae in infected olive plants by nested PCR.

Plant Pathology, 50 (5): 609-619.

Mercado-Blanco J., Collado-Romero M., Parrilla-Araujo S., Rodríguez-Jurado D., Jiménez-Díaz

R.M., 2003. Quantitative monitoring of colonization of olive genotypes by Verticillium dahliae

pathotypes with real-time polymerase chain reaction. Physiological and Molecular Plant

Pathology, 63, (2): 91-105.

Mesturino L., 1990. Possibili ospiti di Verticillium dahliae tra la vegetazione infestante di un

oliveto toscano. Rivista di Patologia Vegetale, 26: 59-67.

Mol L., 1995. Effect of plant roots on the germination of microsclerotia of Verticillium dahliae. II.

Quantitative analysis of the luring effect of crops. European Journal of Plant Pathology 101(6):

679–685.

Montano H.G., Davis R.E., Dally E.L., Hogenhout S.A., Pimentel J.P., Brioso P.T.S., 2001.

‘Candidatus Phytoplasma brasiliense’, a new phytoplasma taxon associated with hibiscus

witches’ broom disease. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology,

51: 1109-1118.

Mori N., Malagnini V., Bertaccini A., 2000. Individuazione di fitoplasmi in insetti nel Veneto.

Petria, 10: 145-146.

Murray R.G.E. & Schleifer K.H., 1994. Taxonomic notes: a proposal for recording the properties of

putative taxa of prokaryotes. International Journal of Systematic Bacteriology, 44: 174-176.

Nazar R. N., Hu X., Schmidt J., Culham D., Robb J., 1991. Potential use of PCR-amplified

ribosomal intergenic sequences in the detection and differentiation of verticillium wilt

pathogens. Physiological and Molecular Plant Pathology 39, (1): 1-11.

Nigro F., Schena L., Gallone P., 2002a. Real-time diagnosis of verticllium wilt of olive by

Scorpion-PCR. Atti Convegno Internazionale di Olivicoltura-VI Giornate Scientifiche SOI,

Spoleto (Pg), 23-25 Aprile: 454-461.

Nigro F., Romanazzi G., Gallone P., Ippolito A., 2002b. Distribution of verticillium wilt of olive in

Apulia and preliminary data on the occurrence of Verticillium dahliae in the soil. Atti Convegno

Internazionale di Olivicoltura-VI Giornate Scientifiche SOI, Spoleto (Pg), 23-25 Aprile 2002:

367-374.

Nigro F., Schena L., Gallone P., Romanazzi G., Ippolito A., 2001. Diagnosi nel terreno di

Verticillium dahliae, agente di tracheomicosi nell’olivo, con l’uso della PCR in tempo reale. In:

Savino V., Amenduni T., Bazzoni A., Boscia D., Pollastro S., Saponari M., eds. Proc.:

Convegno Nazionale “Norme fitosanitarie e commercializzazione delle produzioni vivaistiche”.

Locorotondo (BA), Italy, December, 4-7. Vol. II: 785-791.

Nigro F., Gallone P., Romanazzi G., Schena L., Ippolito A., Salerno M.G., 2005. Incidence of

Verticillium wilt on olive in Apulia and genetic diversity of Verticillium dahliae isolates from

infected trees. Journal of Plant Pathology, 87 (1): 13-23.

Pasquini G., Marzachì C., Poggi Pollini C., Faggioli F., Ragozzino A., Bissani R., Vischi A., Barba

M., Giunchedi L., Boccardo G., 2000. Molecular characterization of phytoplasmas affecting

olive trees (Olea europea L.) in Italy. Journal of Plant Pathology, 82: 213-219.

Pennisi A.M., Cacciola S.O., Magnano di San Lio G., G. Perrotta, 1993. Evaluation of the

susceptibility of olive cultivars to verticillium wilt. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 23: 537-541.

Penyalver R., García A., Ferrer A., Bertolini E., López M.M., 2000. Detection of Pseudomonas

savastanoi pv. savastanoi in olive plants by enrichment and PCR. Appl. Environ. Microbiol. 66:

2673-2677.

Penyalver R., García A., Ferrer A., Bertolini E., Quesada J.M., Salcedo C.I., Piquer J., Pérez-

Panadés J., Carbonell E.A., del Río C., Caballero J.M., López M.M., 2006. Factors affecting

Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi plant inoculations and their use for evaluation of olive

cultivar susceptibility. Phytopathology, 96: 313-319.

Petri L., 1915. Malattie prodotte da schizomiceti. In :Le malattie dell’olivo, Istituto micrografico

Italiano, Firenze: 68-70.

Poggi Pollini C., Bissani R., Giunchedi L., Vindimian E., 1995. First report of phytoplasma

infection in olive trees (Olea europea L.). Journal of Phytopathology, 144: 109-111.

Quesada J.M., Penyalver R., Pérez-Panadés J., Salcedo C.I., Carbonell E.A., López M.M., 2010.

Dissemination of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi populations and subsequent

appearance of olive knot disease. Plant Pathology, 59 (2): 262–269.

Rodríguez E., García Garrido J.M., García P.A., Campos M., 2008. Agricultural factors affecting

Verticillium wilt in olive orchards in Spain. European. Journal of Plant Pathology, 122 (2):

287-295.

Rodriguez-Jurado D., Blanco-Lopez M.A., Rapoport H.F., Jimenez-Diaz R.M., 1993. Present

status of verticillium wilt of olive in Andalucia (Southern Spain). Bulletin OEPP/EPPO

Bulletin, 23: 513-516.

Romanazzi G., Musetti R., Marzachì C., Casati P., 2009. Induction of resistance for the control of

phytoplasma diseases. Petria, 19 (3): 113-129.

Sabanadzovic S., Abou-Ghanem N., La Notte P., Savino V., Scarito G., Martelli .GP., 1999.

Partial molecular characterisation and RT-PCR detection of a putative closterovirus associated

with leaf yellowing. Journal of Plant Pathology, 81: 37–45.

Saponari M. & Savino V., (2003). Virus ed agenti virus-simili dell’olivo. Informatore

Fitopatologico, 12: 26-29.

Saponari M., Savino V., Martelli G.P., 2002. Trasmissione per seme di virus isolati da olivo.

Frutticoltura, 64 (4): 103-105.

Savino V. & Gallitelli D., 1981. Cherry leafroll virus in olive. Phytopathologia Mediterranea, 20:

202–204.

Savino V. & Gallitelli D., 1983. Isolation of cucumber mosaic virus from olive in Italy.

Phytopathologia Mediterranea, 22: 76–77.

Savino V., Barba M., Gallitelli D., 1979. Two nepoviruses isolated from olive in Italy.

Phytopathologia Mediterranea, 18: 135–142.

Savino V., Gallitelli D., Barba M., 1983. Olive latent ringspot virus, a newly recognized virus

infecting olive in Italy. Annals of Applied Biology, 103: 243–249.

Savino V., Piazzolla P., Di Franco A., Martelli G.P., 1984. Olive latent virus 2, a newly recognized

virus with differently shaped particles. Proceedings of the VI Congress of the Mediterranean

Phytopathological Union, Cairo (EG) 1984, 24–26, University of Florence.

Savino V., Sabanadzovic S., Scarito G., Laviola C., Martelli G.P., 1996. Two olive yellows of

possible viral origin in Sicily. Informatore Fitopatologico 46 (5): 55–59.

Schroth M.N., Hildebrand D.C., O’Reilly H.J., 1968. Off-flavour of olives from trees with olive

knot tumors. Phytopathology, 58: 524-525.

Schroth M.N., Osgood J.W., Miller T.D., 1973. Quantitative assessment of the olive disease on

olive yield and quality. Phytopathology, 63: 1064-1065.

Sears B.B. & Kirkpatrick B.C., 1994. Unveiling the evolutionary relationships of plant-pathogenic

mycoplasmalike organisms. ASM News, 60 (6): 307-312.

Sisto A., Lo Cantore P., Iacobellis N.S., 2001. Preliminary results on the response of olive cultivars

to artificial inoculation with Pseudomonas syringae subsp. savastanoi. In: Proceedings of 11th

Congress of the Mediterranea Phytopathological Union: 240-242.

Surico G. & Iacobellis N.S., 1992. Phytohormones and olive Knot disease. In: Verma D.P.S. ed.,

Molecular Signals in Plant- Microbe Communications, CRC Press, Boca Raton: 209-227.

Surico G. & Marchi G., 2003. Olive knot disease: new insights into the ecology, physiology and

epidemiology of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi. In: Iacobellis et al. eds.,

Pseudomonas syringae and related pathogens, Kluwer Academic Publishers, Dordrecht, The

Netherlands: 17-28.

Teviotdale B.L. & Krueger W.H., 2004. Effects of timing of copper sprays, defoliation, rainfall,

and inoculum concentration on incidence of olive knot disease. Plant Disease, 88: 131-135.

Thanassoulopoulos C.C., Biris D.A., Tjamos E.C., 1979. Survey of verticillium wilt of olive trees

in Greece. Plant Diseases Reporter, 63: 936-940.

Thanassoulopoulos C.C., Biris D.A., Tjamos E.C., 1981. Weed hosts as inoculum source of

Verticillium in olive orchards. Phytopathologia Mediterranea, 30: 164-168.

Tjamos E.C., 1993. Prospects and strategies in controlling verticillium wilt of olive trees. Bulletin

OEPP/EPPO Bulletin, 23: 505-512.

Tosi L., & Zazzerini A., 1998. An epidemiological study of verticillium wilt of olive in Central

Italy. Olivae, 71: 50-55.

Triolo E., Materazzi A., Toni S., 1996. An isolate of tobacco mosaic tobamovirus from Olea

europaea L. Advances in Horticultural Science, 10: 39–45.

Varanda C., Felix M.R.F., Leitao F., Sismeiro R., Clara M.I.E., 2006. Application of Reverse

Transcription–Polymerase Chain Reaction to screen a collection of clones of Olea europaea L.

for the presence of necroviruses (Tombusviridae). 8th Conference of the European Foundation

for Plant Pathology & British Society of Plant Pathology Presidential Meeting 2006,

Frederiksberg, Denmark (DK).

Varanda C., Silva M, Felix M.R.F., Clara M.I.E., 2011. Evidence of Olive mild mosaic virus

transmission by Olpidium brassicae. European J. of Plant Pathol., 130: 165-172.

Varvaro L. & Ferrulli M., 1983. Sopravvivenza di Pseudomonas syringae pv. savastanoi (Smith)

Young et al., sulle foglie di due varietà di Olivo (Olea europea L.). Phytopathologia

mediterranea, 22: 1-4.

Wei W., Lee I.-M., Davis R.E., Suo X. Zhao Y., 2008. Automated RFLP pattern comparison and

similarity coefficient calculation for rapid delineation of new and distinct phytoplasma 16Sr

subgroup lineages. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 58:

2368-2377.

Wilhelm S., 1981. Sources and genetics of host resistance in field and fruit crops. In: ME. Mace,

A.A. Belle, C.H. Beckman (eds.). Fungal wilt diseases. Academic Press, New York: 300-369.

Wilhelm S., 1955. Longevity of the Verticillium wilt fungus in the laboratory and in the field.

Phytopathology, 45: 180–181.

Wilson E.E., 1935. The olive knot disease: its inception, development and control. Hilgardia, 9 (4):

233-263.

Xiao C.L., Hao J.J., Subbarao K.V., 1997. Spatial patterns of microsclerotia of Verticillium dahliae

in soil and Verticillium wilt of cauliflower. Phytopathology, 87: 325–331.

Young J.M., Saddler G.S., Takikawa Y., De Boer S.H., Vauterin L., Gardan L., Gvozdyak R.I.,

Stead D. E., 1996. Names of plant pathogenic bacteria 1864-1995. ISPP Subcommittee on

Taxonomy of Phytopathogenic Bacteria. Review of Plant Pathology, 75: 721-763.